Ключевой механизм эпигенетической регуляции работы генома человека: метилирование/деметилирование ДНК

Цель. Рассмотреть роль метилирования/деметилирования ДНК в эмбриогенезе человека и оценить важность изучения данных процессов в репродуктивной медицине.

Основные положения. Метилирование ДНК является ключевым эпигенетическим механизмом регуляции экспрессии генов. Изменения метилирования, происходящие в основном за счет ферментативного окисления 5-метилцитозина, лежат в основе эпигенетического репрограммирования генома в раннем эмбриогенезе человека. Нарушения паттернов метилирования/деметилирования ДНК, в том числе вызванные внешними факторами, могут приводить к снижению фертильности или патологиям эмбрионального развития, что определяет важность их изучения для репродуктивной медицины.

Заключение. Понимание роли 5-метилцитозина и продуктов его окисления в эпигенетическом репрограммировании эмбрионального развития человека находится в начальной стадии. Эпигенетическая пластичность, лежащая в основе этого процесса, открывает возможности для разработки терапевтических подходов, направленных на коррекцию паттернов метилирования при применении репродуктивных технологий.

Ключевые слова: 5-метилцитозин, деметилирование, продукты окисления 5-метилцитозина, эмбриогенез, эпигенетика, эпигенетическое репрограммирование генома

Скачать PDF

Крапивин М.И., Староверов Д.А., Трусова Е.Д., Ефимова О.А., Пендина А.А., Коган И.Ю. Ключевой механизм эпигенетической регуляции работы генома человека: метилирование/деметилирование ДНК. Женское здоровье и репродукция. 2026. № 1 (70). DOI: 10.31550/2712-8598-2026-1-9-ZhZiR. URL:  https://journalgynecology.ru/statyi/kljuchevoj-mehanizm-epigeneticheskoj-regulyacii-raboty-genoma-cheloveka-metilirovanie-demetilirovanie-dnk/(дата обращения: дд.мм.гггг)

M.I. Krapivin, D.A. Staroverov, E.D. Trusova, O.A. Efimova, A.A. Pendina, I.Yu. Kogan

Research Institute of Obstetrics, Gynecology and Reproductology named after D.O. Ott; Saint Petersburg, Russian Federation

 

Abstract

Aim. To consider the role of DNA methylation/demethylation in human embryogenesis and to assess the importance of studying these processes in reproductive medicine.

Key points. DNA methylation is a key epigenetic mechanism for regulating of gene expression. Changes in methylation, which occur mainly due to the enzymatic oxidation of 5-methylcytosine, underlie the epigenetic reprogramming of the genome in early human embryogenesis. Impairment of DNA methylation/demethylation patterns, including caused by exogenous factors, can lead to decreased fertility or pathologies of embryonic development, which determines the importance of their study for reproductive medicine.

Conclusion. The understanding of the role of 5-methylcytosine and its modified forms in the epigenetic reprogramming of human embryonic development is at an early stage. The epigenetic plasticity underlying this process opens up opportunities for the development of therapeutic approaches aimed at correction of methylation patterns in reproductive medicine.

Keywords: epigenetics, 5-methylcytosine, 5-methylcytosine oxidation products, demethylation, epigenetic reprogramming of the genome, embryogenesis.

М.И. Крапивин, Д.А. Староверов, Е.Д. Трусова, О.А. Ефимова, А.А. Пендина, И.Ю. Коган

ФГБНУ «Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии имени Д.О. Отта»; Россия, г. Санкт-Петербург

 

Посвящается памяти профессора Владислава Сергеевича Баранова

 

Введение

В геноме млекопитающих метилирование ДНК происходит за счет переноса метильной группы с S-аденозилметионина на цитозин с образованием 5-метилцитозина (5-mC). Метилирование ДНК регулирует экспрессию генов путем взаимодействия с белками, участвующими в подавлении работы генов, или путем ингибирования связывания транскрипционных факторов с ДНК.

В течение онтогенеза паттерны метилирования ДНК в геноме изменяются в результате de novo метилирования ДНК и обратного процесса — пассивного и/или активного деметилирования. Пассивное деметилирование связано с отсутствием поддержания метилирования: оно не воспроизводится после репликации на дочерней цепи ДНК. Активное деметилирование осуществляется за счет ферментов, последовательно превращающих 5-mC в кислородсодержащие соединения: 5-гидроксиметилцитозин (5-hmC), 5-формилцитозин (5-fC) и 5-карбоксилцитозин (5-caC). При этом накапливаются сведения о наличии у продуктов окисления 5-mC собственных эпигенетических функций.

Главные изменения уровня метилирования ДНК происходят во время так называемых волн эпигенетического репрограммирования генома — процесса удаления старых и установления новых эпигенетических паттернов. Волна эпигенетического репрограммирования генома в раннем эмбриогенезе позволяет зиготе, сформированной двумя высокоспециализированными гаметами, приобрести тотипотентность. Затем в дифференцирующихся клетках нового организма устанавливаются уникальные паттерны метилирования ДНК, которые регулируют работу тканеспецифичных генов.

Таким образом, эпигенетическим модификациям, в частности 5-mC и продуктам его последовательного окисления — 5-hmC, 5-fC, 5-caC, — принадлежит ключевая роль в реализации программы индивидуального развития. Недостаточность данных о механизмах изменения паттернов метилирования ДНК, особенно при эпигенетическом репрограммировании генома в доимплантационном развитии человека, обуславливает необходимость проведения дополнительных исследований в этой области, а также систематизации имеющихся сведений.

 

Метилирование ДНК

О существовании неканоничных, т. е. отличных от аденина, тимина, гуанина и цитозина, оснований в ДНК млекопитающих известно уже несколько десятилетий, с тех пор как в 1948 г. в ДНК тимуса теленка обнаружили метилированный цитозин [1]. В 1975 г. было установлено, что метилирование ДНК участвует в регуляции генов, обеспечивая таким образом эпигенетический (или надгенетический) механизм управления экспрессией генов [2, 3]. На сегодняшний день метилирование ДНК — один из самых изученных эпигенетических механизмов, с доказанной ролью в регуляции экспрессии генов, инактивации Х-хромосомы, геномном импринтинге и эпигенетическом репрограммировании генома [4].

Метилирование ДНК — присоединение метильной группы от S-аденозилметионина в С5-положение пиримидинового кольца с образованием 5-mC в CpG-динуклеотидах [5, 6]. У млекопитающих описано три фермента, катализирующих эту реакцию: ДНК-метилтрансферазы 1, 3a и 3b (DNMT1, DNMT3a, DNMT3b) [7]. DNMT1 является поддерживающей метилтрансферазой, т. е. преимущественно катализирует присоединение метильных групп к гемиметилированным CpG-динуклеотидам. DNMT3a/b обладают способностью метилировать ранее неметилированные CpG-последовательности ДНК и, таким образом, рассматриваются как de novo метилтрансферазы [7]. DNMT1 и DNMT3a/b работают скоординированно, чтобы, помимо создания новых паттернов метилирования, также поддерживать их после репликации ДНК.

Наличие 5-mC оказывает существенное влияние на структуру ДНК. Метилирование ДНК приводит к увеличению физического размера цитозинового основания, ограничивая тем самым доступность сайтов связывания для некоторых белков [8, 9]. Транскрипционные факторы и ДНК-связывающие белки, как правило, плохо взаимодействуют с 5-mC [10]. Для эффективного связывания с метилированным цитозином они должны иметь специальный метил-связывающий домен [11].

5-mC выполняет ряд функций, главная из которых — регуляция экспрессии генов преимущественно путем подавления транскрипции [12]. Точный механизм подавления транскрипции до конца не изучен, однако известно, что 5-mC либо напрямую блокирует связывание транскрипционных факторов [13], либо действует опосредованно через связывание с факторами, модифицирующими хроматин. Результатом становится повышение компактизации хроматина и блокировка инициации транскрипции [14].

Степень и характер метилирования ДНК варьируют между разными типами клеток [15, 16], а распределение 5-mC по геному строго регулируется [17]. Метилирование ДНК оказывает влияние на особенности дифференцировки клетки и ее профили транскрипции [4], а нарушения в распределении 5-mC могут приводить к образованию опухолей [18] и аномалиям развития [19]. Одним из примеров участия метилирования ДНК в регуляции экспрессии генов является геномный импринтинг. Процесс геномного импринтинга связан с эпигенетическими изменениями, которые по-разному влияют на экспрессию генов в зависимости от родительского происхождения: запуск экспрессии генов происходит только с одной родительской аллели, тогда как экспрессия второй подавлена [20]. Несмотря на то, что метилирование ДНК является стабильной эпигенетической модификацией, распределение и уровень содержания в геноме 5-mC подвергаются динамическим изменениям, важную роль в реализации которых играют механизмы деметилирования, т. е. удаления 5-mC из генома.

 

Пути деметилирования ДНК

Деметилирование ДНК осуществляется благодаря двум основным механизмам — пассивному и активному (ферментативному). Пассивное деметилирование основано на отсутствии поддерживающего метилирования после репликации ДНК. Данный механизм, несмотря на эффективность глобального удаления 5-mC после нескольких раундов репликации, не позволяет полностью деметилировать ДНК во всех клетках. Всегда будет оставаться часть клеток с гемиметилированной ДНК [21].

Активное деметилирование осуществляется независимо от репликации, с помощью особых ферментов, участвующих в модификации или удалении метилированного цитозина ДНК. К числу таких ферментов относят оксидазы ТЕТ, дезаминазы AID/APOBEC, ДНК-гликозилазы SMUG и TDG [22] (рис.1).

 

Рис. 1. Пути активного деметилирования ДНК [22]

 

У млекопитающих реакции окисления 5-mC осуществляют ферменты семейства ТЕТ (ten-eleven translocation): TET1, TET2, TET3 [23]. Ферменты ТЕТ катализируют реакцию присоединения атома кислорода к метильной группе 5-mC, что приводит к образованию 5-hmC [23]. Эти ферменты по-разному проявляют активность в течение онтогенеза млекопитающих. ТЕТ3 присутствует в ооцитах и оплодотворенных яйцеклетках и осуществляет полногеномное активное деметилирование в раннем эмбриогенезе млекопитающих. ТЕТ1 и ТЕТ2 активируются позже, после имплантации зародыша в матку, а затем и во взрослом организме. ТЕТ1/2 осуществляют деметилирование в первичных (примордиальных) половых клетках, формируют особый паттерн метилирования ДНК в стволовых и дифференцирующихся клетках [24, 25]. Все ферменты семейства TET способны к последовательному окислению 5-mC в 5-hmC, а затем в 5-fC и 5-caC [26]. Эти кислородсодержащие соединения являются промежуточными продуктами активного деметилирования, которое также включает в себя ферменты системы репарации ДНК, цитидиновые дезаминазы, тимин-ДНК-гликозилазу (TDG) [27, 28]. Основной путь активного деметилирования заключается в последовательном окислении 5-mC до кислородсодержащих производных. TDG эффективно распознают и удаляют 5-fC и 5-caC путем эксцизионной репарации оснований и заполняют брешь немодифицированным цитозином [29]. Ферменты ТЕТ1 и TDG способны к скоординированным действиям, что снижает риск возникновения ошибок при репликации и репарации [30].

Предполагается, что существует фермент, способный удалять только карбоксильную группу из 5-caC с образованием немодифицированного цитозина. У Neurospora crassa описан фермент изо-оротат декарбоксилаза (IDC), способный декарбоксилировать оротидиновый монофосфат до уридинового монофосфата [31, 32]. Ортологи и паралоги IDC есть и у млекопитающих [33], что дает надежду на обнаружение цитидиновой декарбоксилазы в будущем. Механизм прямого удаления карбоксильной группы из 5-caC стал бы идеальным способом активного деметилирования, так как исключает потенциальные ошибки после эксцизионной репарации оснований. Поэтому поиск цитидиновых декарбоксилаз представляется перспективным для понимания путей активного деметилирования ДНК.

Существуют альтернативные пути активного деметилирования, которые предполагают наличие этапа дезаминирования оснований. Дезаминирование — реакция удаления аминогруппы основания ДНК. В результате данной реакции цитозин становится урацилом, а 5-mC — тимином. Цитидиновые дезаминазы млекопитающих — AID и APOBEC — вызывают замены нуклеотидов в ДНК и РНК с образованием неправильно спаренных оснований Т-G. Затем система репарации ДНК распознает и исправляет эти ошибки, заменяя тимин на цитозин [34]. AID специфичен для B-лимфоцитов, в которых индуцирует соматические гипермутации. APOBEC также обладает высокой тканевой и клеточной специфичностью, но большинство типов тканей не имеют дезаминаз [35]. Более того, образование множества неправильно спаренных оснований Т-G приводит к нарушению стабильности ДНК и росту числа ошибок при репликации. Поэтому дезаминирование рассматривают как вспомогательный путь активного деметилирования.

5-hmC — продукт окисления 5-mC — может подвергаться дезаминированию ферментами AID и APOBEC с образованием 5-гидроксиметилурацила (5-hmU) [36]. Гликозилаза SMUG1 может распознавать 5-hmU и удалять это модифицированное основание из ДНК. После удаления основания ферменты системы репарации узнают пустой участок и заполняют его немодифицированным цитозином. Нужно отметить, что 5-hmU мутагенен, способен вызывать апоптоз клеток in vitro и представляет собой короткоживущее соединение [36].

Таким образом, деметилирование может осуществляться пассивным путем, подавлением метилтрансферазы, поддерживающей на новосинтезированной нити метилирование ДНК, либо активным путем — последовательным окислением 5-mC и эксцизионной репарацией оснований. Однако образование кислородсодержащих форм цитозина не всегда является просто промежуточным этапом активного деметилирования. Постепенно накапливаются сведения о том, что 5-hmC, 5-fC и 5-caC являются стабильными соединениями и могут играть важную роль в эпигенетической регуляции генома.

 

Эпигенетическое репрограммирование генома человека

Эпигенетическое репрограммирование генома представляет собой удаление старого и установление нового характера распределения эпигенетических модификаций. Циклы эпигенетического репрограммирования генома необходимы для нормального прохождения гаметогенеза, оплодотворения, формирования и размножения организма. В ходе онтогенеза млекопитающих происходят две волны эпигенетического репрограммирования генома [37, 38].

Первая волна эпигенетического репрограммирования соответствует периоду гаметогенеза, когда в первичных половых клетках в период заселения полового гребня происходит деметилирование ДНК. Установление нового характера метилирования ДНК мужских и женских половых клеток происходит в период их созревания. Характер метилирования зрелых мужских и женских гамет становится схожим с соматическими клетками. Однако статус метилирования импринтированных генов устанавливается в соответствии с полом [39].

Вторая волна эпигенетического репрограммирования затрагивает период доимплантационного развития, начиная с объединения генетического материала родительских гамет в зиготе и заканчивая дифференцировкой клеток бластоцисты на трофэктодерму (ТЭ) и внутреннюю клеточную массу (ВКМ). В зиготе, с участием механизмов как активного, так и пассивного деметилирования, сначала снижается уровень метилирования ДНК отцовского, а затем и материнского генома [40]. В результате происходит глобальное деметилирование генома зародыша, за исключением генов, подвергнутых импринтингу в гаметогенезе. Затем наступает этап реметилирования ДНК на стадии первичной эмбриональной дифференцировки бластоцисты, когда бластомеры разделяются на ТЭ и ВКМ [39] (рис. 2).

 

Рис. 2. Схема эпигенетического репрограммирования генома на доимплантационной стадии развития человека. Иллюстрация авторов

 

В зиготах человека показано, что отцовский геном гипометилирован по сравнению с материнским [41, 42]. На стадии зиготы последовательное окисление 5-mC в 5-hmC, 5-fC и 5-caC в отцовской ДНК катализирует фермент ТЕТ3, присутствующий в цитоплазме ооцитов и зигот. Избирательность активного деметилирования в отношении отцовской ДНК зиготы обеспечивают белки STELLA, которые блокируют оксидазную активность ТЕТ3 на материнской ДНК [43]. Однако материнский геном также частично подвергается активному деметилированию, но в меньшей степени, чем отцовский [44].

При последующих делениях дробления вплоть до стадии бластоцисты эмбрионы человека подвергаются дальнейшему снижению уровня метилирования ДНК. В это время происходит выход поддерживающей метилирование ДНК-метилтрансферазы 1 из ядра [45, 46]. Таким образом, после каждого деления уровень 5-mC в клетке уменьшается вдвое, а хромосомы бластомеров становятся гемиметилированными, т. е. имеют асимметричный характер метилирования сестринских хроматид [42]. В зародышах человека после второго деления дробления появляются хромосомы с обеими гипометилированными хроматидами [42]. Появление полностью гипометилированных хромосом совпадает с периодом активации работы генома зародыша, который у человека наступает на стадии 4–8 бластомеров [47, 48].

Образовавшиеся на стадии зиготы кислородсодержащие производные 5-mC — 5-hmC, 5-fC, 5-caC — также подвергаются пассивному удалению из генома после каждого раунда репликации ДНК. Поэтому в бластомерах дробящихся эмбрионов человека присутствуют хромосомы с асимметричным содержанием 5-hmC, 5-fC и 5-caC в сестринских хроматидах, доля которых снижается с каждым делением дробления [44, 49].

Начиная со стадии восьми клеток частично наблюдается специфичное посегментное распределение 5-mC. Такое чередование гипо- и гиперметилированной ДНК вдоль плеч хромосом совпадает с R/G сегментацией [50–52]. На стадии морулы начинается процесс первичной эмбриональной дифференцировки бластомеров на клетки ТЭ и ВКМ. Из ВКМ в дальнейшем будут образованы все ткани и органы эмбриона. Более плотные эпителиальные клетки ТЭ сформируют цитотрофобласт хориона и плаценту после имплантации в матку. Поэтому на стадии морулы начинает реализовываться большинство эпигенетических программ индивидуального развития [40].

На стадии бластоцисты у человека происходит установление особого характера метилирования ДНК, специфичного для ТЭ и ВКМ. Интерфазные ядра бластомеров ТЭ гиперметилированы по отношению к ядрам клеток ВКМ [41]. Характер распределения 5-mC на метафазных хромосомах соответствует так называемой М-сегментации (от methylcytosine — метилцитозин), наблюдаемой в лимфоцитах периферической крови [42, 50]. Установление специфичного характера распределения 5-mC свидетельствует о завершении эпигенетического репрограммирования генома зародыша. Дальнейшая дифференцировка бластомеров ВКМ с формированием трех зародышевых листков и установление специфичного характера метилирования ДНК для каждого из них направляют процесс развития зародыша путем регуляции активности генов [53], а нарушения в эпигенетическом репрограммировании, вызванные в том числе влиянием внешних факторов, могут привести к гибели эмбриона или нарушениям его развития [54].

 

Роль кислородсодержащих производных 5-метилцитозина в эпигенетической регуляции генома

5-hmC — первый продукт окисления 5-mC в пути активного деметилирования — был впервые обнаружен 1953 г. в ДНК Т-четных бактериофагов [55]. Позже наличие 5-hmC описали в мозге многоклеточных организмов: мышей, крыс и лягушек [56]. Однако данному открытию не было уделено достаточного внимания, так как присутствие 5-hmC в качестве компонента ДНК высших организмов представлялось сомнительным [57, 58], а путь его образования из 5-mC был еще неизвестен. Переоткрытие 5-hmC состоялось в 2009 г., когда его обнаружили в эмбриональных стволовых клетках и клетках Пуркинье головного мозга мыши [23, 59]. С этого момента началось изучение кислородсодержащих производных 5-mC — промежуточных продуктов активного деметилирования.

По аналогии с 5-mC, 5-hmC также является стабильной эпигенетической модификацией и присутствует во многих типах клеток [60]. К органам, наиболее обогащенным 5-hmC, относятся гипоталамус, спинной мозг (оба содержат порядка 0,6% всех цитозиновых оснований), почки, мочевой пузырь, легкие, скелетная мускулатура (по 0,15%). Меньше всего 5-hmC в щитовидной железе, печени, селезенке и гипофизе [60]. И хотя причины такой органной и тканевой специфичности 5-hmC остаются невыясненными, можно говорить о стабильности этой эпигенетической модификации и выполнении определенных биологических функций.

5-hmC обычно присутствует в CpG динуклеотидах, однако геномное распределение этого модифицированного основания зависит от типа клетки. В мышиных эмбриональных стволовых клетках 5-hmC присутствует в основном в промоторах и дистальных регуляторных элементах [61, 62]. В нейронах взрослого организма 5-hmC представлен главным образом в самих генах и энхансерах, при этом отсутствует в промоторных участках [63]. Присутствие 5-hmC как в промоторной, так и основной части генов навело исследователей на мысль о собственной роли 5-hmC в регуляции экспрессии генов, отличной от 5-mC [23, 61]. На самом деле влияние 5-hmC на активность генов остается неясным: ряд исследователей предполагают стимулирование экспрессии генов 5-hmC [61, 62], другие находят 5-hmC в промоторах неэкспрессирующихся генов [16]. Кроме того, окисление 5-mC до 5-hmC запускает процесс пассивного деметилирования ДНК. Поддерживающая DNMT1 не распознает 5-hmC, поэтому после репликации новая синтезированная нить ДНК остается неметилированной [64].

На клеточном уровне динамические изменения содержания 5-hmC влияют на поддержание плюрипотентности и дифференцировку стволовых клеток, развитие организма, формирование опухолей [23, 65, 66]. Из-за недостаточной активности оксидаз семейства ТЕТ промоторы генов онкосупрессоров остаются гиперметилированными, что в итоге может привести к образованию опухолей [67]. Наличие 5-hmC является необходимым условием поддержания плюрипотентности стволовых клеток [68]. Существует обратная корреляция между агрессивностью опухоли и уровнем 5-hmC в геноме [65, 66], а низкий уровень 5-hmC является неблагоприятным прогнозом течения некоторых типов рака, что указывает на роль 5-hmC в подавлении опухолеобразования [69].

5-hmC присутствует в ДНК эмбрионов человека на доимплантационной и постимплантационной стадиях развития. В гидроксиметилированных хроматидах дробящихся эмбрионов человека выше длина теломер, чем в негидроксиметилированных, что указывает на взаимосвязь эпигенетического репрограммирования генома и длин теломер, определяющих жизненный потенциал эмбриона [70]. При генетическом дисбалансе у бластоцист человека возрастает уровень гидроксиметилирования ДНК в ВКМ, что является следствием нарушения процесса эпигенетического репрограммирования [71]. Гидроксиметилированные хроматиды стабильно присутствуют в эмбриональных и экстраэмбриональных тканях человека, при этом характеризуются сегмент-специфичным распределением 5-hmC, что может свидетельствовать о его роли в эпигенетической регуляции генома в постимплантационном эмбриональном развитии человека [72].

Последовательное окисление 5-hmC ферментами ТЕТ приводит к образованию 5-fC, а затем и 5-caC [26]. Так как 5-fC и 5-caC присутствуют в геноме в относительно небольшом количестве, предполагается, что они являются менее стабильными [27,73]. В пользу наличия собственной функциональной роли этих оснований говорит тот факт, что были обнаружены белки, которые специфически связываются с 5-fC и 5-caC. Среди них, помимо упомянутой ранее гликозилазы TDG, есть регуляторы транскрипции и структуры хроматина [74, 75]. Наличие 5-fC и 5-caC приводит к снижению скорости транскрипции и субстратной специфичности РНК-полимеразы II [76]. В мозге взрослых мышей, где изначально отмечается высокое содержание 5-hmC, 5-fC проявляет себя как стабильное основание, роль которого еще предстоит выяснить [77]. 5-fC и 5-caC у доимплантационных зародышей человека стабильно присутствуют в ядрышкообразующих участках хромосом — в спутничных нитях акроцентрических хромосом, что может указывать на их роль в раннем эмбриогенезе человека [49].

Одним из возможных путей регуляции экспрессии генов 5-fC может быть изменение физических свойств спирали ДНК [78]. ДНК приобретает F-конформацию, с характерным для нее ослабленным закручиванием спирали. Наличие 5-fC может влиять на связывание ДНК с гистонами и саму структуру хроматина [78]. Таким образом, появление 5-fC под действием ферментов семейства ТЕТ, а затем удаление с участием гликозилазы TDG приводит к локальным динамическим изменениям физической структуры ДНК, что может оказывать влияние на экспрессию определенных генов.

Кислородсодержащие формы 5-mC могут появляться в результате воздействия внешних факторов: лекарственных препаратов, наркотических веществ, этанола и химических веществ — источников активных форм кислорода [79, 80]. Поэтому данные модифицированные формы цитозина рассматривают в качестве маркера окислительного стресса [81]. Так, выявлена ассоциация между высокой долей сперматозоидов с гидроксиметилированной [82], карбонилированной/карбоксилированной [83] ДНК и низким качеством эякулята.

Неблагоприятные факторы окружающей среды могут влиять на репродуктивное здоровье и эмбриональное развитие посредством изменения паттернов метилирования и деметилирования ДНК [84, 85]. Гипоксия эмбриональных стволовых клеток человека может вызывать увеличение активности ферментов ТЕТ, что сопровождается повышением уровня гидроксиметилирования генома [86]. Тяжелые металлы — мышьяк, кадмий, ртуть, никель — способны вызывать снижение уровня кислородсодержащих производных 5-mC за счет ингибирования ферментов ТЕТ, что приводит к гиперметилированию как отдельных генов, так и всего генома [87–89]. На модельных организмах показано, что изменение экспрессии генов, кодирующих эпигенетические регуляторы, вызывает масштабные нарушения развития и раннюю остановку беременности [90]. У человека нарушения работы эпигенетических регуляторов часто совместимы с развитием, но они могут вызывать широкий спектр врожденных аномалий, например, синдром ICF — иммунодефицит, аномалии лица и нестабильность центромер [91].

Таким образом, 5-hmC 5-fC и 5-caC являются не только промежуточными продуктами активного деметилирования, но и могут быть стабильными эпигенетическими модификациями, выполняющими определенные функции. Однако все еще остается множество вопросов относительно поддержания стабильности кислородсодержащих производных 5-mC. Если поддержание метилирования после репликации осуществляет фермент DNMT1, то для 5-hmC, 5-fC и 5-саС механизм защиты от пассивной потери после репликации до сих пор не обнаружен. Кроме того, остается неясным, как происходит защита 5-fC и 5-саС от удаления гликозилазой TDG. Поиск ответов на эти вопросы является важным в понимании эпигенетической регуляции генома с участием кислородсодержащих производных 5-mC.

 

Заключение

Несмотря на то, что метилирование ДНК изучается уже несколько десятилетий, а открытие продуктов окисления 5-mC как компонентов эпигенетической сети было сделано 15 лет назад, можно с уверенностью говорить, что наше понимание молекулярных механизмов изменения паттернов метилирования и ассоциированных изменений других клеточных процессов в эмбриональном развитии человека только начинает формироваться. Благодаря открытию путей образования и преобразования 5-hmC, 5-caC и 5-fC существенно расширились наши знания о механизмах, обеспечивающих пластичность эпигенома, — способность изменяться как при реализации программы развития, так и под воздействием внешних факторов. Явление эпигенетической пластичности в определенном смысле служит фактором риска нарушений эмбрионального развития, так как из-за негативных средовых воздействий могут формироваться аберрантные паттерны метилирования ДНК и возникать нарушения экспрессии генов. В то же время именно способность эпигенома к изменениям лежит в основе разработки эпигенетических лекарств, способных корректировать работу генома. Добавление в питательные среды определенных веществ, участвующих в метаболических превращениях цитозина, понижение/повышение концентрации кислорода при культивировании эмбрионов, назначение антиоксидантных препаратов — все это шаги к направленному воздействию на эпигенетические процессы, уже демонстрирующие положительные результаты в области вспомогательной репродукции. Дальнейшее изучение механизмов эпигенетической регуляции генома человека позволит не только внедрить новые критерии оценки качества эмбрионов и половых клеток, но и разработать высокоточные способы внешнего воздействия на модифицированные формы цитозина.

 

Дополнительная информация

Работа выполнена в рамках ФНИ 1024032800230-9-3.2.2 «Универсальные и специфические механизмы реализации и нарушений репродуктивной функции в семье».

1. Hotchkiss R.D.  The quantitative separation of purines, pyrimidines, and nucleosides by paper chromatography. J. Biol. Chem. 1948;175(1):315–32.
2. Holliday R., Pugh J.E.  DNA modification mechanisms and gene activity during development. Science. 1975;187(4173):226–32. DOI: 10.1126/science.187.4173.226
3. Riggs A.D.  X inactivation, differentiation, and DNA methylation. Cytogenet. Cell Genet. 1975;14(1):9–25. DOI: 10.1159/000130018
4. Smith Z.D., Hetzel S., Meissner A.  DNA methylation in mammalian development and disease. Nat. Rev. Genet. 2025;26(1):7–30. DOI: 10.1038/s41576-024-00760-8
5. Conole E.L.S., Robertson J.A., Smith H.M., Cox S.R. et al.  Epigenetic clocks and DNA methylation biomarkers of brain health and disease. Nat. Rev. Neurol. 2025;21(8):411–21. DOI: 10.1038/s41582-025-01105-7
6. Fernández-Ramos D., Lopitz-Otsoa F., Lu S.C., Mato J.M.  S-adenosylmethionine: a multifaceted regulator in cancer pathogenesis and therapy. Cancers (Basel). 2025;17(3):535. DOI: 10.3390/cancers17030535
7. Davletgildeeva A.T., Kuznetsov N.A.  The role of DNMT methyltransferases and TET dioxygenases in the maintenance of the DNA methylation level. Biomolecules. 2024;14(9):1117. DOI: 10.3390/biom14091117
8. Berger J., Bird A.  Role of MBD2 in gene regulation and tumorigenesis. Biochem. Soc. Trans. 2005;33(Pt.6):1537–40. DOI: 10.1042/BST0331537
9. Clouaire T., Stancheva I.  Methyl-CpG binding proteins: specialized transcriptional repressors or structural components of chromatin? Cell. Mol. Life Sci. 2008;65(10):1509–22. DOI: 10.1007/s00018-008-7324-y
10. Dantas Machado A.C., Zhou T., Rao S., Goel P. et al.  Evolving insights on how cytosine methylation affects protein–DNA binding. Brief. Funct. Genomics. 2015;14(1):61–73. DOI: 10.1093/bfgp/elu040
11. Du Q., Luu P.L., Stirzaker C., Clark S.J.  Methyl-CpG-binding domain proteins: readers of the epigenome. Epigenomics. 2015;7(6):1051–73. DOI: 10.2217/epi.15.39
12. Franchini D.M., Schmitz K.M., Petersen-Mahrt S.K.  5-Methylcytosine DNA demethylation: more than losing a methyl group. Annu. Rev. Genet. 2012;46:419–41. DOI: 10.1146/annurev-genet-110711-155451
13. Klose R.J., Bird A.P.  Genomic DNA methylation: the mark and its mediators. Trends Biochem. Sci. 2006;31(2):89–97. DOI: 10.1016/j.tibs.2005.12.008
14. Nan X., Ng H.H., Johnson C.A., Laherty C.D. et al.  Transcriptional repression by the methyl-CpG-binding protein MeCP2 involves a histone deacetylase complex. Nature. 1998;393(6683):386–9. DOI: 10.1038/30764
15. Meissner A., Mikkelsen T.S., Gu H., Wernig M. et al.  Genome-scale DNA methylation maps of pluripotent and differentiated cells. Nature. 2008;454(7205):766–70. DOI: 10.1038/nature07107
16. Wu H., D’Alessio A.C., Ito S., Wang Z. et al.  Genome-wide analysis of 5-hydroxymethylcytosine distribution reveals its dual function in transcriptional regulation in mouse embryonic stem cells. Genes Dev. 2011;25(7):679–84. DOI: 10.1101/gad.2036011
17. Wu H., Tao J., Sun Y.E.  Regulation and function of mammalian DNA methylation patterns: a genomic perspective. Brief. Funct. Genomics. 2012;11(3):240–50. DOI: 10.1093/bfgp/els011
18. Guo H., Vuille J.A., Wittner B.S., Lachtara E.M. et al.  DNA hypomethylation silences anti-tumor immune genes in early prostate cancer and CTCs. Cell. 2023;186(13):2765–82.e28. DOI: 10.1016/j.cell.2023.05.028
19. Eggermann T., Monk D., de Nanclares G.P., Kagami M. et al.  Imprinting disorders. Nat. Rev. Dis. Primers. 2023;9(1):33. DOI: 10.1038/s41572-023-00443-4
20. Caldwell B.A., Bartolomei M.S.  DNA methylation reprogramming of genomic imprints in the mammalian germline: a TET-centric view. Andrology. 2023;11(5):884–90. DOI: 10.1111/andr.13303
21. Hackett J.A., Sengupta R., Zylicz J.J., Murakami K. et al.  Germline DNA demethylation dynamics and imprint erasure through 5-hydroxymethylcytosine. Science. 2013;339(6118):448–52. DOI: 10.1126/science.1229277
22. Pulczinski J., Yeung B.H., Wu Q., Cheng R.Y. et al.  DNA hydroxymethylation: implications for toxicology and epigenetic epidemiology. In: Toxicoepigenetics. Elsevier; 2019: 191–214.
23. Tahiliani M., Koh K.P., Shen Y., Pastor W.A. et al.  Conversion of 5-methylcytosine to 5-hydroxymethylcytosine in mammalian DNA by MLL partner TET1. Science. 2009;324:930–5. DOI: 10.1126/science.1170116
24. Pastor W.A., Aravind L., Rao A.  TETonic shift: biological roles of TET proteins in DNA demethylation and transcription. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2013;14(6):341–56. DOI: 10.1038/nrm3589
25. Kafer G.R., Li X., Horii T., Suetake I. et al.  5-Hydroxymethylcytosine marks sites of DNA damage and promotes genome stability. Cell Rep. 2016;14(6):1283–92. DOI: 10.1016/j.celrep.2016.01.035
26. Ito S., D'Alessio A.C., Taranova O.V., Hong K. et al.  Role of Tet proteins in 5mC to 5hmC conversion, ES-cell self-renewal and inner cell mass specification. Nature. 2010;466(7310):1129–33. DOI: 10.1038/nature09303
27. He Y.F., Li B.Z., Li Z., Liu P. et al.  Tet-mediated formation of 5-carboxylcytosine and its excision by TDG in mammalian DNA. Science. 2011;333(6047):1303–7. DOI: 10.1126/science.1210944
28. Inoue A., Zhang Y.  Replication-dependent loss of 5-hydroxymethylcytosine in mouse preimplantation embryos. Science. 2011;334(6053):194. DOI: 10.1126/science.1212483
29. Onabote O., Hassan H.M., Isovic M., Torchia J.  The role of thymine DNA glycosylase in transcription, active DNA demethylation, and cancer. Cancers (Basel). 2022;14(3):765. DOI: 10.3390/cancers14030765
30. Weber A.R., Krawczyk C., Robertson A.B., Kusnierczyk A. et al.  Biochemical reconstitution of TET1–TDG–BER-dependent active DNA demethylation reveals a highly coordinated mechanism. Nat. Commun. 2016;7:1–13. DOI: 10.1038/ncomms13106
31. Smiley J.A., Kundracik M., Landfried D.A., Barnes V.R. et al.  Genes of the thymidine salvage pathway: thymine-7-hydroxylase from a Rhodotorula glutinis cDNA library and iso-orotate decarboxylase from Neurospora crassa. Biochim. Biophys. Acta. 2005;1723(1–3):256–64. DOI: 10.1016/j.bbagen.2005.02.001
32. Sheng X., Plasch K., Payer S.E., Ertl C. et al.  Reaction mechanism and substrate specificity of iso-orotate decarboxylase: a combined theoretical and experimental study. Front. Chem. 2018;6:608. DOI: 10.3389/fchem.2018.00608
33. Yablonski M.J., Pasek D.A., Han B.D., Jones M.E. et al.  Intrinsic activity and stability of bifunctional human UMP synthase and its two separate catalytic domains, orotate phosphoribosyltransferase and orotidine-5′-phosphate decarboxylase. J. Biol. Chem. 1996;271(18):10704–8. DOI: 10.1074/jbc.271.18.10704
34. Smith H.C., Bennett R.P., Kizilyer A., McDougall W.M. et al.  Functions and regulation of the APOBEC family of proteins. Semin. Cell Dev. Biol. 2012;23(3):258–68. DOI: 10.1016/j.semcdb.2011.10.004
35. Dananberg A., Striepen J., Rozowsky J.S., Petljak M.  APOBEC mutagenesis in cancer development and susceptibility. Cancers (Basel). 2024;16(2):374. DOI: 10.3390/cancers16020374
36. Olinski R., Slupphaug G., Foksinski M., Krokan H.E.  Genomic uracil and aberrant profile of demethylation intermediates in epigenetics and hematologic malignancies. Int. J. Mol. Sci. 2021;22(8):4212. DOI: 10.3390/ijms22084212
37. Reik W.  Stability and flexibility of epigenetic gene regulation in mammalian development. Nature. 2007;447(7143):425–32. DOI: 10.1038/nature05918
38. Lange U.C., Schneider R.  What an epigenome remembers. Bioessays. 2010;32(8):659–68. DOI: 10.1002/bies.201000030
39. Carlson B.M.  Human embryology and developmental biology. 6th Ed. Elsevier; 2018. 460 p.
40. Morgan H.D., Santos F., Green K., Dean W. et al.  Epigenetic reprogramming in mammals. Hum. Mol. Genet. 2005;14(1):R47–58. DOI: 10.1093/hmg/ddi114
41. Fulka H., Mrazek M., Tepla O., Fulka J. Jr. DNA methylation pattern in human zygotes and developing embryos. Reproduction. 2004;128(6):703–8. DOI: 10.1530/rep.1.00217
42. Pendina A.A., Efimova O.A., Fedorova I.D., Leont'eva O.A. et al.  DNA methylation patterns of metaphase chromosomes in human preimplantation embryos. Cytogenet. Genome Res. 2011;132(1–2):1–7. DOI: 10.1159/000318673
43. Wossidlo M., Arand J., Sebastiano V., Lepikhov K. et al.  Dynamic link of DNA demethylation, DNA strand breaks and repair in mouse zygotes. EMBO J. 2010;29(11):1877–88. DOI: 10.1038/emboj.2010.80
44. Efimova O.A., Pendina A.A., Tikhonov A.V., Fedorova I.D. et al.  Chromosome hydroxymethylation patterns in human zygotes and cleavage-stage embryos. Reproduction. 2015;149(3):223–33. DOI: 10.1530/REP-14-0343
45. Branco M.R., Oda M., Reik W.  Safeguarding parental identity: Dnmt1 maintains imprints during epigenetic reprogramming in early embryogenesis. Genes Dev. 2008;22(12):1567–71. DOI: 10.1101/gad.1690508
46. Hirasawa R., Chiba H., Kaneda M., Tajima S. et al.  Maternal and zygotic Dnmt1 are necessary and sufficient for the maintenance of DNA methylation imprints during preimplantation development. Genes Dev. 2008;22(12):1607–16. DOI: 10.1101/gad.1667008
47. Yan L., Yang M., Guo H., Yang L. et al.  Single-cell RNA-Seq profiling of human preimplantation embryos and embryonic stem cells. Nat. Struct. Mol. Boil. 2013;20(9):1131–9. DOI: 10.1038/nsmb.2660
48. Töhönen V., Katayama S., Vesterlund L., Jouhilahti E.M. et al.  Novel PRD-like homeodomain transcription factors and retrotransposon elements in early human development. Nat. Commu. 2015;6:8207. DOI: 10.1038/ncomms9207
49. Pendina A.A., Efimova O.A., Krapivin M.I., Mekina I.D. et al.  Genomic distribution of 5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine in human preimplantation embryos. Mol. Reprod. Dev. 2018;85(12):893–5. DOI: 10.1002/mrd.23074
50. Пендина А.А., Ефимова О.А., Каминская А.Н., Кузнецова Т.В. и др.  Иммуноцитохимический анализ статуса метилирования метафазных хромосом человека. Цитология. 2005;47(8):731–7. Pendina A.A., Efimova O.A., Kaminskaia A.N., Kuznetsova T.V. et al. Immunocytochemical analysis of human metaphase chromosome methylation status. Tsitologiya. 2005;47(8):731–7.  (in Russian)
51. Баранов В.С., Пендина А.А., Кузнецова Т.В., Ефимова О.А. и др.  Некоторые особенности статуса метилирования метафазных хромосом у зародышей человека доимплантационных стадий развития. Цитология. 2005;47(8):723–30. Baranov V.S., Pendina A.A., Kuznetsova T.V., Efimova O.A. et al. Peculiarities of metaphase chromosome methylation pattern in preimplantation human embryos. Tsitologiya. 2005;47(8):723–30. (in Russian)
52. Ефимова О.А., Пендина А.А., Чиряева О.Г., Петрова Л.И. и др.  Дифференциальное метилирование ДНК метафазных хромосом — основа нового способа окраски хромосом человека в пре- и постнатальный периоды онтогенеза. В сб.: Современные технологии профилактики наследственных болезней и детской инвалидности. СПб: Феникс; 2009: 143–9. Efimova O.A., Pendina A.A., Chiryaeva O.G., Petrova L.I. et al. Differential DNA methylation of metaphase chromosomes is the basis of a new method of painting human chromosomes in the pre- and postnatal periods of ontogenesis. Modern technologies for the prevention of hereditary diseases and childhood disabilities. St. Petersburg: Phoenix; 2009: 143–9. (in Russian)
53. Ефимова О.А., Пендина А.А., Тихонов А.В., Кузнецова Т.В., Баранов В.С.  Метилирование ДНК — основной механизм репрограммирования и регуляции генома человека. Медицинская генетика. 2012;11(4):10–8. Efimova O.A., Pendina A.A., Tikhonov A.V., Kuznetzova T.V., Baranov V.S. DNA methylation — a major mechanism of human genome reprogramming and regulation. Medical Genetics. 2012;11(4):10–8. (in Russian)
54. Haaf T.  Methylation dynamics in the early mammalian embryo: implications of genome reprogramming defects for development. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2006;310:13–22. DOI: 10.1007/3-540-31181-5_2
55. Wyatt G.R., Cohen S.S.  The bases of the nucleic acids of some bacterial and animal viruses: the occurrence of 5-hydroxymethylcytosine. Biochem. J. 1953;55(5):774–82. DOI: 10.1042/bj0550774
56. Penn N.W., Suwalski R., O’Riley C., Bojanowski K. Et al.  The presence of 5-hydroxymethylcytosine in animal deoxyribonucleic acid. Biochem. J. 1972;126(4):781–90. DOI: 10.1042/bj1260781
57. Kothari R.M., Shankar V.  5-Methylcytosine content in the vertebrate deoxyribonucleic acids: species specificity. J. Mol. Evol. 1976;7(4):325–9. DOI: 10.1007/BF01743628
58. Gommers-Ampt J.H., Borst P.  Hypermodified bases in DNA. FASEB J. 1995;9(11):1034–42. DOI: 10.1096/fasebj.9.11.7649402
59. Kriaucionis S., Heintz N.  The nuclear DNA base 5-hydroxymethylcytosine is present in Purkinje neurons and the brain. Science. 2009;324(5929):929–30. DOI: 10.1126/science.1169786
60. Münzel M., Globisch D., Brückl T., Wagner M. et al.  Quantification of the sixth DNA base hydroxymethylcytosine in the brain. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 2010;49(31):5375–7. DOI: 10.1002/anie.201002033
61. Xu Y., Wu F., Tan L., Kong L. et al.  Genome-wide regulation of 5hmC, 5mC, and gene expression by Tet1 hydroxylase in mouse embryonic stem cells. Mol. Cell. 2011;42(4):451–64. DOI: 10.1016/j.molcel.2011.04.005
62. Wu H., D’Alessio A.C., Ito S., Xia K. et al.  Dual functions of Tet1 in transcriptional regulation in mouse embryonic stem cells. Nature. 2011;473(7347):389–93. DOI: 10.1038/nature09934
63. Wen L., Li X., Yan L., Tan Y. et al.  Whole-genome analysis of 5-hydroxymethylcytosine and 5-methylcytosine at base resolution in the human brain. Genome Biol. 2014;15(3):R49. DOI: 10.1186/gb-2014-15-3-r49
64. Valinluck V., Sowers L.C.  Endogenous cytosine damage products alter the site selectivity of human DNA maintenance methyltransferase DNMT1. Cancer Res. 2007;67(3):946–50. DOI: 10.1158/0008-5472.CAN-06-3123
65. Liao Y., Gu J., Wu Y., Long X. et al.  Low level of 5-Hydroxymethylcytosine predicts poor prognosis in non-small cell lung cancer. Oncol. Lett. 2016;11(6):3753–60. DOI: 10.3892/ol.2016.4474
66. Zhang Y., Wu K., Shao Y., Sui F. et al.  Decreased 5-hydroxymethylcytosine (5-hmC) predicts poor prognosis in early-stage laryngeal squamous cell carcinoma. Am. J. Cancer Res. 2016;6(5):1089–98.
67. Thienpont B., Steinbacher J., Zhao H., D'Anna F. et al.  Tumour hypoxia causes DNA hypermethylation by reducing TET activity. Nature. 2016;537(7618):63–8. DOI: 10.1038/nature19081
68. Neri F., Incarnato D., Krepelova A., Dettori D. et al.  TET1 is controlled by pluripotency-associated factors in ESCs and downmodulated by PRC2 in differentiated cells and tissues. Nucleic Acids Res. 2015;43(14):6814–26. DOI: 10.1093/nar/gkv392
69. Chou N.H., Tsai C.Y., Tu Y.T., Wang K.C. et al.  Isocitrate dehydrogenase 2 dysfunction contributes to 5-hydroxymethylcytosine depletion in gastric cancer cells. Anticancer Res. 2016;36(8):3983–90.
70. Krapivin M.I., Pendina A.A., Komarova E.M., Tikhonov A.V. et al. Telomere length changes during genome-wide epigenetic reprogramming in human preimplantation embryos. Reproduction. 2025;171(1):xaaf005. DOI: 10.1093/reprod/xaaf005
71. Тихонов А.В., Крапивин М.И., Малышева О.В., Кольцова А.С. и др. Глобальные эпигенетические изменения в компартментах бластоцист человека при генетическом дисбалансе. Экологическая генетика. 2024;22(3):265–76. Tikhonov A.V., Krapivin M.I., Malysheva O.V., Koltsova A.S. et al.  Genome-wide epigenetic changes in compartments of genetically unbalanced human blastocysts. Ecological genetics. 2024;22(3):265–76. (in Russian). DOI: 10.17816/ecogen631776
72. Efimova O.A., Pendina A.A., Krapivin M.I., Kopat V.V. et al.  Inter-cell and inter-chromosome variability of 5-hydroxymethylcytosine patterns in noncultured human embryonic and extraembryonic cells. Cytogenetic Genome Res. 2018;156(3):150–7. DOI: 10.1159/000493906
73. Pfaffeneder T., Hackner B., Truss M., Munzel M. et al.  The discovery of 5‐formylcytosine in embryonic stem cell DNA. Angew. Chem. Int. Edition. Engl. 2011;50(31):7008–12. DOI: 10.1002/anie.201103899
74. Spruijt C.G., Gnerlich F., Smits A.H., Pfaffeneder T. et al.  Dynamic readers for 5-(hydroxy)methylcytosine and its oxidized derivatives. Cell. 2013;152(5):1146–59. DOI: 10.1016/j.cell.2013.02.004
75. Iurlaro M., Ficz G., Oxley D., Raiber E.A. et al.  A screen for hydroxymethylcytosine and formylcytosine binding proteins suggests functions in transcription and chromatin regulation. Genome Biol. 2013;14(10):R119. DOI: 10.1186/gb-2013-14-10-r119
76. Kellinger M.W., Song C.X., Chong J., Lu X.Y. et al.  5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine reduce the rate and substrate specificity of RNA polymerase II transcription. Nat. Struct. Mol. Biol. 2012;19(8):831–3. DOI: 10.1038/nsmb.2346
77. Bachman M., Uribe-Lewis S., Yang X., Burgess H.E. et al.  5-Formylcytosine can be a stable DNA modification in mammals. Nat. Chem. Biol. 2015;11(8):555–7. DOI: 10.1038/nchembio.1848
78. Raiber E.A., Murat P., Chirgadze D.Y., Beraldi D. et al.  5-Formylcytosine alters the structure of the DNA double helix. Nat. Struct. Mol. Boil. 2015;22(1):44–9. DOI: 10.1038/nsmb.2936
79. Madugundu G.S., Cadet J., Wagner J.R.  Hydroxyl-radical-induced oxidation of 5-methylcytosine in isolated and cellular DNA. Nucleic Acids Res. 2014;42(11):7450–60. DOI: 10.1093/nar/gku334
80. Efimova O.A., Koltsova A.S., Krapivin M.I., Tikhonov A.V. et al.  Environmental epigenetics and genome flexibility: focus on 5-hydroxymethylcytosine. Int. J. Mol. Sci. 2020;21(9):3223. DOI: 10.3390/ijms21093223
81. Zheng H., Zhou X., Li D.K., Yang F. et al.  Genome-wide alteration in DNA hydroxymethylation in the sperm from bisphenol A-exposed men. PLoS One. 2017;12(6):e0178535. DOI: 10.1371/journal.pone.0178535
82. Efimova O.A., Pendina A.A., Tikhonov A.V., Parfenyev S.E. et al.  Genome-wide 5-hydroxymethylcytosine patterns in human spermatogenesis are associated with semen quality. Oncotarget. 2017;8(51):88294–307. DOI: 10.18632/oncotarget.18331
83. Ефимова О.А., Крапивин М.И., Парфеньев С.Е., Мекина И.Д. и др. Дифференциальное распределение 5-формилцитозина и 5-карбоксилцитозина в сперматогенных клетках и сперматозоидах человека. Экологическая генетика. 2023;21(1):61–74. Efimova O.A., Krapivin M.I., Parfenyev S.E., Mekina I.D. et al.  Differential distribution of 5-formylcytosine and 5-carboxylcytosine in human spermatogenic cells and spermatozoa. Ecological genetics. 2023;21(1):61–74. (in Russian). DOI: 10.17816/ecogen120080
84. Forges T., Monnier-Barbarino P., Alberto J.M., Gueant-Rodriguez R.M. et al.  Impact of folate and homocysteine metabolism on human reproductive health. Hum. Reprod. Update. 2007;13(3):225–38. DOI: 10.1093/humupd/dml063
85. Tang S., Fang Y., Huang G., Xu X. et al.  Methionine metabolism is essential for SIRT 1‐regulated mouse embryonic stem cell maintenance and embryonic development. EMBO J. 2017;36:3175–93. DOI: 10.15252/embj.201796708
86. Koutsouraki E., Pells S., De Sousa P.A.  Sufficiency of hypoxia-inducible 2-oxoglutarate dioxygenases to block chemical oxidative stress-induced differentiation of human embryonic stem cells. Stem Cell Res. 2019;34:101358. DOI: 10.1016/j.scr.2018.11.019
87. Xiong J., Liu X., Cheng Q.Y., Xiao S. et al.  Heavy metals induce decline of derivatives of 5-methycytosine in both DNA and RNA of stem cells. ACS Chem. Biol. 2017;12(6):1636–43. DOI: 10.1021/acschembio.7b00170
88. Cardenas A., Rifas-Shiman S.L., Godderis L., Duca R.C. et al.  Prenatal exposure to mercury: associations with global DNA methylation and hydroxymethylation in cord blood and in childhood. Environ. Health Perspect. 2017;125(8):087022. DOI: 10.1289/EHP1467
89. Müller S.M., Finke H., Ebert F., Kopp J.F. et al.  Arsenic-containing hydrocarbons: effects on gene expression, epigenetics, and biotransformation in HepG2 cells. Arch. Toxicol. 2018;92(5):1751–65. DOI: 10.1007/s00204-018-2194-z
90. Grosswendt S., Kretzmer H., Smith Z.D., Kumar A.S. et al.  Epigenetic regulator function through mouse gastrulation. Nature. 2020;584(7819):102–8. DOI: 10.1038/s41586-020-2552-x
91. Fu M.P., Merrill S.M., Sharma M., Gibson W.T. et al.  Rare diseases of epigenetic origin: challenges and opportunities. Front. Genet. 2023;14:1113086. DOI: 10.3389/fgene.2023.1113086